Молекулярные основы устойчивости
Введение
Одной из основных проблем на сегодняшний день, связанных с туберкулезом, является появление большого количества изолятов M. tuberculosis, устойчивых к одному или к нескольким противотуберкулезным препаратам, например, изолятов с множественной лекарственной устойчивостью (МЛУ), одновременной резистентностью к изониазиду и рифампицину [1]. Ситуация усугубляется выявлением случаев с широкой лекарственной устойчивостью (XDR-extensively drug resistant), т. е. устойчивостью к изониазиду и рифампицину, фторхинолону, и по крайней мере к одному из трех инъекционных препаратов второго ряда – канамицину, капреомицину, амикацину. Основными причинами распространения лекарственно устойчивого туберкулеза являются поздняя диагностика, неправильное или незавершенное лечение. За последнее время сделана огромная работа по изучению генетических механизмов возникновения лекарственной устойчивости у M. tuberculosis. Данные механизмы устойчивости могут быть специфическими по отношению к противотуберкулезному препарату или могут быть неспецифическими. У одного штамма могут существовать несколько механизмов устойчивости и данные механизмы могут действовать независимо или они могут действовать одновременно для преодоления действия противотуберкулезного средства. Специфические механизмы включают разрушение лекарственного средства, инактивацию его посредством ферментативной модификации, изменение мишени для лекарственного средства, нарушении проницаемости внешних структур микробной клетки, формировании метаболического «шунта». Существуют, более общие механизмы лекарственной устойчивости, при которых доступ препарата к мишени предотвращается или снижается путем уменьшения его переноса в клетку или путем увеличения выведения лекарственного средства из клетки в окружающую среду (эффлюкс). Это может быть обусловлено наличием мутаций в генах, кодирующих компоненты транспортной системы. Помимо этого, необходимо указать на механизмы, которые опосредованно могут влиять на формирование лекарственной устойчивости – это наличие мутаций в 3R–генах (репарации, репликации, рекомбинации), наличие мутаций в генах оксигеназ, супермутаз и т. д. Если первый, специфический механизм более-менее раскрыт, и существует множество тест-систем и методов определения лекарственной устойчивости на генотипическом уровне, то второй механизм, неспецифический, требует дальнейших исследований.
Микобактерия туберкулеза приобретает лекарственную устойчивость под действием аккумуляции мутаций, которые возникают в геноме случайно. В этот процесс не включаются ни мобильные элементы, ни плазмиды. Нуклеотидные изменения (мутации, делеции, инсерции) ведут к появлению устойчивости к одному антибиотику, а последовательная аккумуляция мутаций ведет к появлению штаммов с множественной лекарственной устойчивостью (MDR–штаммы) и с широкой лекарственной устойчивостью (XDR-штаммы). На данный момент известно несколько генов, определяющих резистентность к основным противотуберкулезным препаратам (ПТП). Продукты этих генов являются либо мишенями для лекарств, либо участвуют в их активации. Мутации изменяют структуру белка и его свойства, вследствие чего лекарство перестает действовать.В данном обзоре рассмотрены молекулярные механизмы возникновения резистентности к основным противотуберкулезным препаратам.
Рифампицин
Действующее вещество — 3-[[(4-метил-1-пиперазинил)имино]метил], полусинтетический антибиотик. Механизм действия рифампицина связан с подавлением ДНК-зависимой РНК-полимеразы, а именно ее β–субъединицы, таким образом, он ингибирует стадию транскрипции. Впервые молекулярную основу возникновения устойчивости к рифампицину у M. tuberculosis открыл Telenty с соавторами [2]. Было показано, что 95% устойчивых изолятов имеют мутации в коровом регионе гена rpoB, кодирующем β–субъединицу РНК–полимеразы, размером 81 п.н. Помимо точковых нуклеотидных замен, приводящих к возникновению устойчивости к рифампицину, выделяют инсерции и делеции в коровом регионе гена rpoB. Наиболее часто мутации возникают в 531 кодоне (Ser->Leu) и в 526 кодоне (His->Tyr), в 42% и 23% случаев, соответственно [3]. Среди рифампицин-устойчивых изолятов, циркулирующих в России, наибольшую частоту встречаемости имеет мутация в 531 кодоне (≈50%) [4]. Нуклеотидные замены в 511, 515, 516, 526 кодонах также ассоциированы с возникновением устойчивости к рифампицину, однако частота их возникновения меньше, чем в 531 кодоне. Это связано с пониженной относительной приспособленностью изолятов, несущих данные мутации в гене rpoB, по сравнению с аллелем «дикого типа» [5]. Само понятие относительная приспособленность отражает возможность микроорганизмов к выживанию, размножению и распространению. Это понятие включает особенности размножения микобактерии внутри человеческих макрофагов, устойчивость к неблагоприятным условиям окружающей среды (гипоксия, отсутствие или нехватка питательных веществ) и трансмиссивность.
Помимо этого, стоит отметить, что существует связь между минимальной ингибирующей концентрацией и наличием мутации в коровом регионе. Было найдено, что высокая степень устойчивости к рифампицину (MIC≥50µg/ml) наблюдается у изолятов, в геноме которых найдены мутации в 513, 526, 531 кодоне. Мутации в 516 кодоне ассоциированы с более высокой степенью устойчивости (MIC≥64µg/ml) [6]. В случае нуклеотидных замен в кодонах 514, 521, 533 наблюдалась низкая степень устойчивости (MIC≥12,5µg/ml). В некоторых исследованиях были получены аналогичные результаты, за исключением мутаций в His526Leu и His526Asn; в этих случаях MIC не превышали значений 8 µg/ml и 16 µg/ml, соответственно. А замена Leu533Pro была ассоциирована с MIC>32 µg/ml. Интересно, что в геноме E. coliзамены в кодонах 526, 531, 532, 533 и 563 дестабилизируют инициирующий комплекс на промоторе и, таким образом, блокируют транскрипцию [7].
Помимо этого, в формирование устойчивости к рифампицину вносит вклад и мембранные транспортеры MFC–семейства, в частности, была показана повышенная экспрессия гена Rv1258c, кодирующего эффлюксный насос [8].
Изониазид
Изониазид (INH) – гидразид изоникотиновой кислоты, синтетический, бактерицидный препарат, который используется как препарат первого ряда в лечении туберкулеза.
Изониазид проникает в микобактериальную клетку посредством пассивной диффузии. Затем изониазид активируется ферментом KatG, являющейся мультифункциональной каталазой – пероксидазой, имеющей и другие активности: пероксинитритазы и NADH-оксидазы [9]. Под действием данного фермента от изониазида отщепляется гидразин и образуется изоникотиноил радикал, который в свою очередь взаимодействует с никотинамидадениндинуклеотидом (NAD). Молекула INH-NAD ингибирует еноил–АПБ–редуктазу, кодируемую геном inhA, и являющуюся синтазой жирных кислот II типа. Таким образом, в клетке аккумулируются длинные цепи жирных кислот, а синтез миколиевой кислоты, необходимого компонента клеточной стенки, прекращается. Помимо этого при взаимодействии изониазида с KatG образуется NO-радикал, ингибирующий ключевые ферменты дыхательной цепи.
В 90% случаев возникновение устойчивости к изониазиду вызвано мутациями в генах katG, inhA и ahpC. Наиболее часто встречающаяся мутация в гене katG – это замена AGC->ACC в 315 позиции (от 58% до 93% случаев, в зависимости от выборки), приводящая к аминокислотной замене Ser->Thr [1, 10]. Показано, что данная замена ведет к конформационным изменениям, а именно уменьшению размера канала для взаимодействия с окисляющим центром фермента KatG ( с 6Å до 4,7Å). С помощью сайт-направленного мутагенеза были найдены еще несколько позиций, мутации в которых приводят к возникновению устойчивости к изониазиду (в позициях 104, 108, 138, 148, 270, 275, 321). Молекулярное конструирование белка KatG подтвердило данные результаты – аминокислоты в 104 и 108 позициях находятся рядом с каталитическим центром, а остатки 270, 275 и 315 участвуют в связывании гема [11, 12]. Показано, что полной делеции гена katG не происходит, возможно, из-за высокой значимости пероксидазной функции для жизнеспособности клетки. Wengenack с соавторами, изучая ферментативную активность микобактерий «дикого» типа по гену katG, и микобактерий, несущих мутацию Ser315Thr, выявил, что каталазная активность изолятов с мутантным генотипом уменьшилась в 6 раз, а пероксидазная активность — всего в 2 раза [13].
Устойчивость к изониазиду, появляющаяся в результате мутаций в гене katG, выражается для клетки повышенной чувствительностью к пероксидазам. Возможный путь решения этой проблемы лежит в сверхэкспрессии другого детоксифицирующего фермента – алкилгидропероксидредуктазы (продукт гена ahpC). Данный фермент не имеет способности активировать изониазид. Таким образом, в данной модели при инактивации гена katG возникают мутации, приводящие к сверхэкспрессии гена ahpC. Кроме того, было показано, что мутации в гене inhA, кодирующем NADH-зависимую еноил–АПБ-редуктазу, принимающую участие в биосинтезе миколиевой кислоты, также связаны с уменьшением у микобактерий чувствительности к изониазиду.
Было выявлено, что у изолятов, устойчивых к изониазиду и не имеющих мутации в katG гене, есть замены в опероне inhA, содержащем два гена (mabA и inhA) с одной общей открытой рамкой считывания. Ген mabA кодирует 3-кетоацил–АПБ-редуктазу, а ген inhA кодирует еноил–АПБ-редуктазу. Оба белка участвуют в синтезе миколиевой кислоты. Определение белковой структуры показало, что белок InhA является NADH-зависимой еноил–АПБ–редуктазой, специфичной к длинным цепям еноил тиоэфиров. Замены в локусе inhA были обнаружены как в промоторной части гена mabA в позиции -8, -15, -16, -24 выше точки трансляции, так и в кодирующей области гена inhA в позиции 16, 21, 47, 78, 95, приводящие, соотвественно, к аминокислотным заменам в NADH–связывающем сайте белка InhA [14]. Таким образом, у изолятов, устойчивых к изониазиду и не имеющих мутаций в katG гене, резистентность к изониазиду ассоциирована либо с уменьшением уровня экспрессии белка, в случае замены в промоторной части белка MabA, либо с уменьшением NADH–связывающей афинности для еноил редуктазы [15].
Ген ahpC кодирует алкилгидропероксидредуктазу, вовлеченную в клеточную регуляцию оксидативного стресса. Мутации в межгенном регуляторном регионе генов oxyR и ahpC могут уменьшать уровень экспрессии белка AhpC. Обнаружено, что у E. coli продукт гена oxyR контролирует экспрессию генов katG, ahpC и других генов. Однако аналогичные исследования показали, что у M. tuberculosis ген oxyR естественно инактивирован в связи с аккумуляцией генетических повреждений, таких как смещение рамки считывания, точковые мутации и делеции, и, таким образом, он является псевдогеном [16, 17]. Стоит отметить, что частота мутаций в данном межгенном регуляторном регионе мала, и составляет около 4% у изолятов устойчивых к изониазиду [18].
В 2006 г. был открыт ген dhfr, продукт которого (дегидрофолат редуктаза), возможно, является мишенью для изониазида [19]. Показано, что связывание NADP изониазидом ингибирует дегидрофолат редуктазу, являющуюся необходимой для синтеза нуклеиновой кислоты. Однако вклад мутации в данном гене в формирование устойчивости требует дальнейшего подтверждения в будущем [20].
Анализ связи между наличием той или иной мутации у INH–устойчивых изолятов и уровнем устойчивости к изониазиду показал, что высокий уровень устойчивости ассоциирован с полной потерей каталазо-пероксидазной активности [21]. У данных изолятов либо был делетирован ген katG, либо имелся сдвиг рамки считывания, либо находили точковые замены. Также большой уровень устойчивости наблюдается в случае потери каталазной активности, вследствие наличия мутаций в генах inhA и ahpC. По результатам Dalla Costa с соавторами, уровень устойчивости в случае наличия мутации в 315 кодоне гена katG MIC≥2 µg/ml [15]. Также показано, что каталазо-пероксидазная активность присутствует на каком-то уровне в данных микобактериях. Действительно, с помощью сайт–направленного мутагенеза показано, что 30-40% первоначальной каталазной активности остается у изолятов с нуклеотидными заменами в гене katG [22, 23].
Частота встречаемости мутаций зависит от выборки и географического региона. Для мутации в 315 кодоне гена katG частота встречаемости у INH-устойчивых изолятов варьирует от 58% до 93% [1, 10], для гена inhA – от 15,2% до 31,6% [24, 25], одновременные повреждения генов katG–inhA – 2,6% [2], для мутаций в межгенном регионе oxyR-ahpC – от 4,8% до 24,2% [26-29], ген ahpC – 13,2% [2], ген Rv1772 – 2,6% [30].
Большинство INH–резистентных изолятов имеет нуклеотидные замены в кодоне 315 гена katG, что никак не отражается на уменьшении относительной приспособленности данных изолятов, их вирулентности и трансмиссивности [31]. По результатам другого эпидемиологического исследования было выявлено уменьшение количества INH–резистентных изолятов, имеющих данную замену, в группе вторично выявленных больных, что косвенно указывает на меньшую приспособленность данных изолятов [32].
Помимо вышеуказанных механизмов в формировании устойчивости к изониазиду участвуют белки транспортеры RND–семейства, в частности белок MmpL7 [8].
Стрептомицин
Стрептомицин (STR) — аминогликозидный антибиотик, который ингибирует белковый синтез. Ранее было показано, что у E. coli стрептомицин связывает 16S рРНК, ингибирует инициацию трансляции, а также отрицательно влияет на точность трансляции [33]. Приблизительно в 65-75% случаев STR-устойчивые штаммы имеют мутацию в 16S рРНК гене (ген rrs) и rpsL гене, кодирующем рибосомальный белок S12. В отличие от других бактерий, имеющих множественные копии рРНК, у M. tuberculosis есть только одна копия [34], таким образом, одиночные нуклеотидные замены могут потенциально привести к формированию устойчивости. Большинство мутаций, ассоциированных с устойчивостью к STR, находят в гене rpsL в кодонах 43 и 88. В случае замены Lys43Arg наблюдался высокий уровень устойчивости к антибиотику (MIC>500 μg/ml). Низкий уровень устойчивости к STR был ассоциирован с заменой C->G в 903 позиции в 915 регионе гена rrs(MIC=10 μg/ml).
Также было показано, что в формировании устойчивости к стрептомицину участвует и белок DrrAB, кодируемый доксорубицин-резистентным опероном (drrABC), представляющий собой эффлюксный насос [8].
Пиразинамид
Пиразинамид (PZA) является структурным аналогом никотинамида и относится к препаратам первого ряда. Пиразинамид действует бактерицидно на микобактерии туберкулеза с пониженной активностью в условиях повышенной кислотности. Предполагается, что в кислотных условиях окружающей среды (в фаголизосоме) микобактерия туберкулеза продуцирует пиразинамидазу, фермент которой переводит пиразинамид в пирозиновую кислоту, его более активный дериват [35]. У PZA–устойчивых изолятов в 72%-97% случаях делеции, инсерции или миссенс–мутации находят в самом генеpncA, а также в промоторной его части. Широкое разнообразие нуклеотидных замен в данном гене, ведущее к образованию устойчивости к PZA, можно объяснить небольшим размером белка PncA, состоящего всего из 186 аминокислотных остатков, поэтому любая аминокислотная замена может пагубно отразиться на функции данного белка. При нахождении корреляции между мутацией и минимально ингибирующей концентрацией был показан высокий уровень устойчивости к пиразинамиду в случае нахождения мутаций в 63, 138 и 14 кодонах гена pncA и также в случае делеции нуклеотида в позиции 162 (MIC>500 μg/ml). Отсутствие мутаций в гене pncA у 28% PZA–устойчивых изолятов говорит о существовании дополнительных генов, ассоциированных с устойчивостью к PZA.
Этамбутол
Этамбутол (EMB) ингибирует встраивание миколиевой кислоты в бактериальную стенку [36, 37]. Было показано, что EMB ингибирует перенос арабиногалактана на клеточную стенку у M. smegmatis, в результате чего в клетке накапливаются миколиевые кислоты и сложные эфиры трегалоз. Идентификация β–D–арабинофуранозил–1–монофосфодекапренола как главного медиатора в биосинтезе арабиногалактана и быстрое накопление других медиаторов, доказало, что мишенью для EMB является арабинозил трансфераза [38]. Данный белок в геноме M. avium кодирует локус, состоящий из двух генов (embAB), в геноме M. smegmatis данный предполагаемый белок кодируется тремя генами, входящими в один оперон, обозначенный как embCAB. Сам белок EmbCAB является интегральным мембранным белком с 12 трансмембранными доменами. Устойчивость к этамбутолу связана с определяющим этамбутол–устойчивость регионом (ERDR–EMB–resistance determing region) в белке EmbB, который находится на одной из цитоплазматических петель протеина. Далее было показано, что примерно 47%-50% EMB–устойчивых изолятов имело мутацию в 306 кодоне гена embB (Met306Ile или Met306Val). Также были найдены мутации, ассоциированные с возникновением устойчивости к EMB и в других кодонах гена embB: 285, 330, 630. Далее было показано, что у изолятов несущих мутации Met306Leu, Met306Val, Phe330Val, Thr630Ile минимально ингибирующая концентрация (MIC) составляет ≥40µg/ml, в то же время для микобактерий несущих нуклеотидную замену Met306Ile MIC = 20 µg/ml. В целом, мутации в гене embBсвязаны с возникновением устойчивости к этамбутолу в 70% случаев [39]. В дальнейшем необходимо выявить другие причины устойчивости к EMB, возможно, они будут связаны с нуклеотидными изменениями в опероне EmbCAB, возможно, и с другими генами M. tuberculosis.
Фторхинолоны
Ципрофлоксоцин и офлоксоцин являются синтетическими дериватами налидиксовой кислоты, относятся к фторхинолонам (FQ) второго поколения [40]. Обычно они используются как противотуберкулезные бактерицидные препараты второго ряда при лечении туберкулеза. Генетической мишенью FQ является ДНК–гираза (топоизомераза II), гетеротетрамер, состоящий из двух субъединиц А и B, кодируемыми генами gyrA и gyrB соответственно. Было предположено, что FQ, связываясь с гиразой, ингибирует суперскручивание и таким образом нарушает клеточные процессы, зависящие от топологии ДНК. Далее было показано, что FQ связывается именно с комплексом «ДНК и фермент». В результате формирования тройного комплекса хинолон-ДНК-гираза-ДНК прекращается не только репликация, но и транскрипция, блокируется движение РНК-полимеразы по матрице. В системе in vitro наблюдалось, таким образом, преждевременное прекращение транскрипции. С другой стороны, формирование комплекса (ингибитор–фермент–ДНК, который при этом стабилизируется), объясняя прекращение синтеза ДНК, еще не объясняет причины появления разрывов в двунитевой ДНК, что принято связывать с летальностью, т. е. бактерицидным действием фторхинолонов. Возможно, что при формировании тройных комплексов – ингибитор-фермент-ДНК происходит индукция нуклеаз, что согласуется с тем фактом, что ингибитор транскрипции — рифампицин и ингибитор трансляции — хлорамфеникол снимают бактерицидность фторхинолонов. Также было отмечено, что кросс-резистентность для FQ достаточно распространена [41]. FQ-устойчивые изоляты зачастую имеют устойчивость к рифампицину и другим противотуберкулезным препаратам первого ряда. Замены, ассоциированные с высокой степенью устойчивости к FQ, аккумулированы в регионе размером 40 а.к. белка GyrA, обозначенном как регион определяющий устойчивость к хинолону (QRDR – quinolone resistance determing region). Анализ нуклеотидной последовательности гена gyrA и последующее его клонирование показало наличие мутаций в кодонах 90, 91, 91, при этом MIC≥ 4 µg/ml [42]. Подобное исследование на клинических изолятах выявило различную степень устойчивости к FQ: так при мутациях в 90 кодоне гена gyrA (Ala->Val) увеличивает устойчивость к FQ в 16 раз, в то же время мутации в 94 кодоне (Asp->Asn, His, Tyr) приводит к увеличению устойчивости в 30 раз, при замене (Asp->Gly) в том же кодоне уровень устойчивости увеличивается в 60 раз [43]. В целом, мутации в регионе QRDR гена gyrA ассоциированы с устойчивостью к фторхинолону в 42%-94% случаях. Другие возможные механизмы устойчивости к фторхинолонам связаны с мутациями в других генах и возможно приводят или к уменьшению проникновения лекарства в клетку, или связаны с активацией элиминации лекарства из клетки. В связи с увеличением количества изолятов с множественной лекарственной устойчивостью были предложены новые препараты для лечения туберкулеза, например левофлоксоцин, спарфлоксоцин [44].
Вклад в устойчивость к фторхинолонам также вносят транспортные белки ABC-суперсемейства, обеспечивая его эффлюкс из микобактериальной клетки [8].
Препараты второго ряда
Препараты второго ряда (канамицин, амикацин, виомицин и капреомицин) ингибируют протеиновый синтез. Устойчивость к данным препаратам наблюдается относительно редко в связи с редким их использованием в терапии туберкулеза. Было выявлено, что у M. smegmatis устойчивость к канамицину опосредована заменой A->G в позиции 1389 гена 16SрРНК (rrs) с высокой степенью устойчивости. Устойчивость к виомицину у M. smegmatis связана с нуклеотидными заменами в позиции 1473 генаrrs (G->A или G->T) [45]. У микобактерии туберкулеза было выявлено несколько мутаций, ассоциированных с устойчивостью к канамицину. Например, нуклеотидная замена A->G в позиции 1400 гена rrs приводит к высокой степени устойчивости к канамицину (MIC>200 µg/ml). Также были выявлены другие замены: в 1483 и 705 позиции гена rrs, а также аминокислотная замена Lys43Arg в белке RpsL. Опираясь на данные исследований, было выявлено, что у 67% канамицин-устойчивых изолятов мутации находят в позициях: 1400, 1401, 1483 гена rrs [46].
Молекулярные методы определения лекарственной устойчивости
Определение устойчивости микобактерий классическими бактериологическими методами занимает от двух до трех месяцев, которые можно считать «потерянными» для больного. В настоящее время разработан ряд методов, применяемых для изучения наличия мутаций в исследуемых генах, ответственных за резистентность к лекарственным препаратам. Данные методы просты в исполнении, занимают 1-2 дня, показывают хорошую специфичность и чувствительность. Существует большое количество методов обнаружения мутаций, ассоциированных с устойчивостью к противотуберкулезным препаратам. В данном обзоре мы остановимся лишь на некоторых основных подходах. Секвенирование амплифицированного фрагмента ДНК, содержащего полиморфный участок гена, ассоциированного с возникновением устойчивости к тому или иному противотуберкулезному препарату, является золотым стандартом. Метод прямого секвенирования может дать информацию не только о наличии мутаций в данном участке ДНК, но и определить ее тип [3]. SNP–анализ и аллель-специфичная ПЦР определяют уже известные нуклеотидные замены, требуют постановки дополнительных реакций и имеют все достоинства и недостатки метода ПЦР [47]. ПЦР-ПДРФ-анализ включает в себя следующие стадии: амплификация фрагмента, содержащего полиморфизм, определение полиморфизма длин рестрикционных фрагментов (ПДРФ) и электрофоретический анализ [24]. ПЦР в режиме реального времени, в том числе HRM–анализ, обладает серьезными преимуществами, такими как высокая специфичность и чувствительность, отсутствие возможности контаминации, быстрота. В то же время необходимо отметить высокую себестоимость метода и способность определять только уже известные мутации [48]. С помощью метода гибридизации на биочипах можно определить одновременно сразу несколько известных мутаций за достаточно короткое время. Метод отличает простота, быстрота исполнения, однако, стоит отметить невысокую специфичность метода по сравнению с другими подходами [49].
В заключении необходимо сказать, что молекулярные механизмы формирования устойчивости к противотуберкулезным препаратам до конца еще не выяснены, и для этого требуются дальнейшие исследования. Актуальность данных работ не вызывает сомнений, так как они имеют как фундаментальное значение для медицинской микробиологии, так и практическое значение: они будут являться научным заделом для создания новых более эффективных противотуберкулезных препаратов. Использование молекулярной диагностики в определении устойчивости микобактерии туберкулеза может играть решающую роль в стратегии лечения, уменьшении стоимости этого лечения и, опосредованно, в уменьшении количества изолятов M. tuberculosis с множественной лекарственной устойчивостью.
630090, г. Новосибирск, пр-т Лаврентьева, 8
Адрес для корреспонденции:
e-mail: maya.a.rot@gmail.com
Дымова Майя АлександровнаЛитература
1. Ramaswamy, S. and J.M. Musser, Molecular genetic basis of antimicrobial agent resistance in Mycobacterium tuberculosis: 1998 update// Tuber Lung Dis. — 1998. 79(1): p. 3-29.
2. Telenti, A. et al. Detection of rifampicin-resistance mutations in Mycobacterium tuberculosis// Lancet, 1993. 341(8846): p. 647-50.
3. Musser, J.M., Antimicrobial agent resistance in mycobacteria: molecular genetic insights// Clin. Microbiol. Rev. — 1995. 8(4): p. 496-514.
4. Mokrousov, I., et al., Molecular characterization of multiple-drug-resistant Mycobacterium tuberculosis isolates from northwestern Russia and analysis of rifampin resistance using RNA/RNA mismatch analysis as compared to the line probe assay and sequencing of the rpoB gene// Res Microbiol, 2002. 153(4): p. 213-9.
5. Gagneux, S., et al. The competitive cost of antibiotic resistance in Mycobacterium tuberculosis//Science. — 2006. 312(5782): p. 1944-6.
6. Ohno, H., et al. Relationship between rifampin MICs for and rpoB mutations of Mycobacterium tuberculosis strains isolated in Japan// Antimicrob Agents Chemother. — 1996. — 40(4): p. 1053-6.
7. Zhou, Y.N. and D.J. Jin, The rpoB mutants destabilizing initiation complexes at stringently controlled promoters behave like «stringent» RNA polymerases in Escherichia coli// Proc Natl Acad Sci USA. — 1998. — 95(6): p. 2908-13.
8. De Rossi, E., J.A. Ainsa, and G. Riccardi, Role of mycobacterial efflux transporters in drug resistance: an unresolved question// FEMS Microbiol Rev. — 2006. — 30(1): p. 36-52.
9. Timmins, G.S. and V. Deretic. Mechanisms of action of isoniazid// Mol Microbiol. — 2006.- 62(5): p. 1220-7.
10. Дымова М.А., Н.С.Д., Акулинушкин А.И., Огиренко А.П., Филипенко М.Л. , Преобладание Mycobacterium tuberculosis семейства Beijing у больных с тяжелыми формами туберкулеза// Вестник НГУ: Биология, клинич. мед. — 2008. — Т. 6(3): p. С. 106-109.
11. Loewen, P.C., et al. Molecular characterization of three mutations in katG affecting the activity of hydroperoxidase I of Escherichia coli// Biochem Cell Biol. — 1990. 68 (7-8): p. 1037-44.
12. Pelletier, H. and J. Kraut, Crystal structure of a complex between electron transfer partners, cytochrome c peroxidase and cytochrome c.// Science. — 1992. — 258(5089): p. 1748-55.
13. Wengenack, N.L., et al. Recombinant Mycobacterium tuberculosis KatG(S315T) is a competent catalase-peroxidase with reduced activity toward isoniazid// J Infect Dis. — 1997. — 176(3): p. 722-7.
14. Basso, L.A., et al. Mechanisms of isoniazid resistance in Mycobacterium tuberculosis: enzymatic characterization of enoyl reductase mutants identified in isoniazid-resistant clinical isolates// J Infect Dis. — 1998. — 178(3): p. 769-75.
15. Dalla Costa, E.R., et al. Correlations of mutations in katG, oxyR-ahpC and inhA genes and in vitro susceptibility in Mycobacterium tuberculosis clinical strains segregated by spoligotype families from tuberculosis prevalent countries in South America// BMC Microbiol. — 2009. — 9: p. 39.
16. Deretic, V., et al. Mycobacterium tuberculosis is a natural mutant with an inactivated oxidative-stress regulatory gene: implications for sensitivity to isoniazid// Mol Microbiol. — 1995. — 17(5): p. 889-900.
17. Sherman, D.R., et al. Disparate responses to oxidative stress in saprophytic and pathogenic mycobacteria// Proc Natl Acad Sci USA. — 1995. — 92(14): p. 6625-9.
18. Wilson, T.M. and D.M. Collins. ahpC, a gene involved in isoniazid resistance of the Mycobacterium tuberculosis complex// Mol Microbiol. — 1996. — 19(5): p. 1025-34.
19. Argyrou, A., et al. Mycobacterium tuberculosis dihydrofolate reductase is a target for isoniazid// Nat Struct Mol Biol. — 2006. — 13(5): p. 408-13.
20. Ho, Y.M., et al. Contribution of dfrA and inhA mutations to the detection of isoniazid-resistant Mycobacterium tuberculosis isolates// Antimicrob Agents Chemother. — 2009. — 53(9): p. 4010-2.
21. Ramaswamy, S.V., et al. Single nucleotide polymorphisms in genes associated with isoniazid resistance in Mycobacterium tuberculosis// Antimicrob Agents Chemother. — 2003. — 47(4): p. 1241-50.
22. Pym, A.S., B. Saint-Joanis, and S.T. Cole. Effect of katG mutations on the virulence of Mycobacterium tuberculosis and the implication for transmission in humans// Infect Immun. — 2002. — 70(9): p. 4955-60.
23. Rouse, D.A., et al. Site-directed mutagenesis of the katG gene of Mycobacterium tuberculosis: effects on catalase-peroxidase activities and isoniazid resistance// Mol Microbiol. — 1996. — 22(3): p. 583-92.
24. Jiao, W.W., et al. Molecular characteristics of rifampin and isoniazid resistant Mycobacterium tuberculosis strains from Beijing, China// Chin Med J (Engl). — 2007. — 120(9): p. 814-9.
25. Bakonyte, D., et al. Molecular characterization of isoniazid-resistant Mycobacterium tuberculosis clinical isolates in Lithuania// Antimicrob Agents Chemother. — 2003. — 47(6): p. 2009-11.
26. Zhang, M., et al. Detection of mutations associated with isoniazid resistance in Mycobacterium tuberculosis isolates from China// J Clin Microbiol. — 2005. — 43(11): p. 5477-82.
27. Cardoso, R.F., et al. Screening and characterization of mutations in isoniazid-resistant Mycobacterium tuberculosis isolates obtained in Brazil// Antimicrob Agents Chemother. — 2004. — 48(9): p. 3373-81.
28. Kelley, C.L., D.A. Rouse, and S.L. Morris. Analysis of ahpC gene mutations in isoniazid-resistant clinical isolates of Mycobacterium tuberculosis// Antimicrob Agents Chemother.- 1997. — 41(9): p. 2057-8.
29. Lee, A.S., A.S. Teo, and S.Y. Wong. Novel mutations in ndh in isoniazid-resistant Mycobacterium tuberculosis isolates// Antimicrob Agents Chemother. — 2001. — 45(7): p. 2157-9.
30. Wilson, M., et al. Exploring drug-induced alterations in gene expression in Mycobacterium tuberculosis by microarray hybridization// Proc Natl Acad Sci USA. — 1999. — 96(22): p. 12833-8.
31. Cohen, T. and M. Murray. Modeling epidemics of multidrug-resistant M. tuberculosis of heterogeneous fitness// Nat Med. — 2004. — 10(10): p. 1117-21.
32. Burgos, M., et al., Effect of drug resistance on the generation of secondary cases of tuberculosis// J Infect Dis. — 2003. — 188(12): p. 1878-84.
33. Cooksey, R.C., et al. Characterization of streptomycin resistance mechanisms among Mycobacterium tuberculosis isolates from patients in New York City// Antimicrob Agents Chemother. — 1996. — 40(5): p. 1186-8.
34. Bercovier, H., O. Kafri, and S. Sela. Mycobacteria possess a surprisingly small number of ribosomal RNA genes in relation to the size of their genome// Biochem Biophys Res Commun. — 1986. — 136(3): p. 1136-41.
35. Cynamon, M.H., et al. Antimycobacterial activity of a series of pyrazinoic acid esters// J Med Chem. — 1992. — 35(7): p. 1212-5.
36. Takayama, K., et al. Inhibition by ethambutol of mycolic acid transfer into the cell wall of Mycobacterium smegmatis// Antimicrob Agents Chemother. — 1979. — 16(2): p. 240-2.
37. Takayama, K. and J.O. Kilburn. Inhibition of synthesis of arabinogalactan by ethambutol in Mycobacterium smegmatis// Antimicrob Agents Chemother. — 1989. — 33(9): p. 1493-9.
38. Wolucka, B.A., et al. Recognition of the lipid intermediate for arabinogalactan/arabinomannan biosynthesis and its relation to the mode of action of ethambutol on mycobacteria// J Biol Chem. — 1994. — 269(37): p. 23328-35.
39. Sreevatsan, S., et al.Ethambutol resistance in Mycobacterium tuberculosis: critical role of embB mutations//Antimicrob Agents Chemother. — 1997. — 41(8): p. 1677-81.
40. Hooper, D.C. Mode of action of fluoroquinolones. Drugs. — 1999. 58 Suppl 2: p. 6-10.
41. Kocagoz, T., et al. Gyrase mutations in laboratory-selected, fluoroquinolone-resistant mutants of Mycobacterium tuberculosis H37Ra// Antimicrob Agents Chemother. — 1996. — 40(8): p. 1768-74.
42. Takiff, H.E., et al. Cloning and nucleotide sequence of Mycobacterium tuberculosis gyrA and gyrB genes and detection of quinolone resistance mutations// Antimicrob Agents Chemother. — 1994. — 38(4): p. 773-80.
43. Xu, C., et al. Fluoroquinolone resistance associated with specific gyrase mutations in clinical isolates of multidrug-resistant Mycobacterium tuberculosis// J Infect Dis. — 1996. — 174(5): p. 1127-30.
44. Lounis, N., et al. Which aminoglycoside or fluoroquinolone is more active against Mycobacterium tuberculosis in mice?// Antimicrob Agents Chemother. — 1997. —41(3): p. 607-10.
45. Taniguchi, H., et al. Molecular analysis of kanamycin and viomycin resistance in Mycobacterium smegmatis by use of the conjugation system// J Bacteriol. — 1997. — 179(15): p. 4795-801.
46. Suzuki, Y., et al. Rapid detection of pyrazinamide-resistant Mycobacterium tuberculosis by a PCR-based in vitro system// J Clin Microbiol. — 2002. — 40(2): p. 501-7.
47. Espinosa de los Monteros, L.E., et al. Allele-specific PCR method based on pncA and oxyR sequences for distinguishing Mycobacterium bovis from Mycobacterium tuberculosis: intraspecific M. bovis pncA sequence polymorphism// J Clin Microbiol. — 1998. — 36(1): p. 239-42.
48. Hazbon, M.H.. Recent advances in molecular methods for early diagnosis of tuberculosis and drug-resistant tuberculosis// Biomedica. — 2004. — 24 Supp 1: p. 149-62.
49. Agaev, F.F., et al. Molecular genetic and bacteriological methods for the diagnosis of multidrug resistant M. tuberculosis// Probl Tuberk Bolezn Legk. — 2009. — (9): p. 32-5.
Работа проводилась при финансовой поддержке Министерства образования и науки Российской Федерации.
Дымова Майя Александровна
Институт Химической Биологии и Фундаментальной Медицины СО РАН
Филипенко Максим Леонидович
Институт Химической Биологии и Фундаментальной Медицины СО РАН
Храпов Евгений Александрович
Институт Химической Биологии и Фундаментальной Медицины СО РАН
Ответственный автор: Дымова Майя Александровна
e-mail: maya.a.rot@gmail.com
тел. (383)333-35-71
моб. 8-913-476-40-12
Отправить рукопись